AMPLIFICATORI Fra i vari parametri che caratterizzano un amplificatore, alcuni sono di fondamentale importanza. Il guadagno; può variare fra l'unità ed alcune decine di migliaia di volte ed è espresso come il rapporto fra le intensità dei segnali di uscita e di ingresso. Esso va adeguato all'ampiezza del segnale biologico in ingresso in modo che possa pilotare efficacemente la successiva strumentazione (oscilloscopi, registratori a carta, registratori magnetici, convertitori A/D). Va però evitata una eccessiva amplificazione che potrebbe portare alla saturazione di qualche stadio dell'amplificatore con conseguente distorsione del segnale. L’ impedenza di ingresso ; può variare fra poche centinaia di kohm (105 ohm) fino a 1012, 1014 ohm in amplificatori speciali (elettrometrici). Essa deve essere sempre diversi ordini di grandezza più elevata della resistenza complessiva del preparato e dell'elettrodo: infatti queste due resistenze formano un partitore di tensione con la resistenza di ingresso dell'amplificatore determinando una attenuazione del segnale biologico.

Divisore o partitore di tensione (voltage divider) La tensione di uscita sarà sempre inferiore o al massimo uguale ( R = 0 ) 1 a quella di ingresso. 2 1 R V I in + = 2 1 R V in out + = quindi: 2 IR V out = Elettrodo con resistenza Re Amplificat. Elettrodo del bagno Re + = Rin Em V

AMPLIFICATORE DIFFERENZIALE E' un amplificatore molto utilizzato in vari campi della elettrofisiologia per le sue particolari caratteristiche. Esso presenta due ingressi, uno chiamato invertente (-) ed uno non invertente (+). La sua caratteristica fondamentale è quella di amplificare sempre la differenza fra i segnali presenti ai due ingressi. Teoricamente quindi, se ai due ingressi è presente lo stesso segnale (segnale di modo comune), anche di ampiezza elevata, all'uscita dell'amplificatore il segnale amplificato è nullo. In pratica un amplificatore differenziale reale è tanto migliore quanto più si avvicina a quello teorico.

LE DERIVAZIONI INTRACELLULARI Le derivazioni intracellulari consentono la misura del potenziale di membrana e del potenziale d’azione. Consentono anche di iniettare corrente nella cellula e di studiare le proprietà eccitabili della membrana. Vengono utilizzati microelettrodi con la punta molto fine (inferiore al µm) e riempiti, salvo casi particolari, con KCl 3M. Gli ingressi degli amplificatori debbono possedere una elevatissima resistenza in ingresso (solitamente > 1010 ohm) ed una bassa capacità, dal momento che i microelettrodi presentano normalmente resistenze dell’ordine di 20 – 50 Mohm. Il guadagno degli amplificatori non è di solito molto elevato (10 – 100 volte). Gli amplificatori presentano anche, oltre a circuiti per la compensazione dei potenziali di contatto e giunzione, circuiti per la compensazione della capacità in ingresso.

Iniezione di corrente (“current clamp”) Il metodo tradizionale per la derivazione dei potenziali intracellulari è basato su uno stadio in ingresso “voltage follower” accompagnato da un sistema di iniezione di corrente “current clamp” Se un sistema di iniezione di corrente (sorgente di corrente costante) è applicato al nodo di ingresso dell’amplificatore (vedi figura), tutta la corrente iniettata fluisce attraverso il microelettrodo all’interno della cellula. In questo modo si possono iniettare impulsi di corrente per stimolare la cellula o correnti costanti per depolarizzarla o iperpolarizzarla, come pure forme d’onda variabili per particolari esigenze.

Esempio di derivazione intracellulare Derivazioni da singole fibre in risposta a stimolo meccanico (labirinto) Gli inserti mostrano, in maniera amplificata, gli EPSP; i potenziali d’azione sono troncati.

Esempio di “current clamp” Iniezione in un neurone (ganglio umano) di vari livelli di corrente iperpolarizzante e depolarizzante. L’artefatto di stimolazione è stato annullato con la compensazione a ponte. Col metodo del “current clamp” si fa passare attraverso la membrana una corrente di intensità nota e si registrano le variazioni di potenziale che ne risultano, con l’inconveniente che il comportamento dei canali voltaggio- e tempo-dipendenti non può essere studiato adeguatamente, perché le correnti ioniche (voltaggio-dipendenti) e capacitive si influenzano reciprocamente.

"VOLTAGE CLAMP" A DUE ELETTRODI Il “Voltage clamp” consente di “bloccare” il potenziale di membrana al valore desiderato, misurando la corrente necessaria per stabilizzare la condizione. Il potenziale di membrana (Vm) è misurato da un amplificatore (A1) connesso al microelettrodo di potenziale (ME1). Vm è confrontato con il potenziale di comando (Vcmd) in un amplificatore differenziale ad alto guadagno (A2; guadagno=G). L'uscita di A2 è proporzionale alla differenza fra Vm e Vcmd. Il voltaggio all'uscita di A2 inietta corrente nella cellula attraverso il microelettrodo di corrente (ME2). Nella realtà l'applicazione del voltaggio non avviene istantaneamente, ma necessita un tempo finito per caricare, da parte della corrente, la capacità della cellula. La costante di tempo t per i transienti di corrente e di potenziale è  τ = Rp2Cm/µ dove Rp2 è la resistenza del microelettrodo ME2, Cm la capacità di membrana e m il guadagno.

Voltage clamp Si ottengono così due risultati utili: Col metodo del “voltage clamp” la membrana viene portata ad un potenziale fisso prestabilito e si registrano le correnti necessarie a mantenere la membrana “bloccata” (”clampata”) a quel potenziale. Un amplificatore differenziale (A) inietta nella cellula una corrente Im, proporzionale alla differenza tra un potenziale di comando (applicato all’ingresso “+”) ed il potenziale di membrana Vm (applicato all’ingresso “-”) . Si ottengono così due risultati utili: Vm viene quasi portato a coincidere col potenziale di comando; la variazione di Vm è praticamente istantanea, cosicché la corrente capacitiva (Ic=C dV/dt), anche se molto intensa, dura per un tempo brevissimo. Da quel momento in poi verrà registrata (ad un potenziale prestabilito, che viene mantenuto costante) solo la corrente ionica

Prendiamo in esame i risultati di un tipico esperimento di voltage clamp. Iniziamo con il potenziale di membrana fissato al suo valore di riposo. Se ora imponiamo alla membrana una depolarizzazione di 10 mV, osserviamo, all'inizio, una brevissima corrente capacitiva uscente (Ic), che carica istantaneamente la capacità della membrana nella misura richiesta da una depolarizzazione di 10 mV. Tale corrente è seguita da una corrente ionica uscente (Ii), di intensità minore, che persiste per tutta la durata dell'impulso depolarizzante. Ritornando alle condizioni iniziali, si osserva una breve corrente capacitiva entrante (scarica del condensatore di membrana) mentre la corrente ionica si annulla.

La corrente ionica costante evocata dalla piccola depolarizzazione di 10 mV è detta corrente di fondo (o di leakage – Il ) ed è una corrente ohmica. I canali che sostengono questa corrente sono sempre aperti e sono i principali responsabili della genesi del potenziale di membrana a riposo. In generale, nelle cellule nervose, la maggior parte dei canali di fondo sono permeabili agli ioni K+, mentre altri sono permeabili agli ioni CI- e Na+.

Se si effettuano depolarizzazioni di entità maggiore, i tracciati delle correnti divengono assai più complessi. Anzitutto sia le correnti capacitive che quella di fondo (tratteggiata in B) hanno intensità proporzionalmente maggiore. Inoltre, immediatamente dopo l'esaurimento delle correnti capacitive e l'inizio di quelle di fondo, si osserva una corrente entrante che raggiunge il suo valore massimo entro pochi millisecondi, poi si riduce di ampiezza e viene sostituita da una corrente uscente. La corrente uscente raggiunge un plateau che viene poi mantenuto per tutta la durata della depolarizzazione.

Voltage-clamp sull’assone gigante di calamaro come eseguito da Hodgkin e Huxley

APPROFONDIMENTO Il metodo fondamentale che permette di identificare quali ioni conducono una determinata corrente è basato sull'uso della equazione di Nernst. Per esempio, se il potenziale di membrana è mantenuto uguale al potenziale di equilibrio del sodio, ENa, la forza dovuta al gradiente elettrochimico del sodio sarà uguale a zero e la corrente sodio dovrebbe estinguersi. A potenziali più negativi di ENa, INa dovrebbe essere entrante, e a potenziali più positivi di ENa dovrebbe essere uscente. Perciò in una serie di esperimenti si può cambiare in modo sistematico il potenziale di membrana per trovare il potenziale di inversione della risposta ovvero il potenziale a cui la corrente si inverte da entrante ad uscente. In realtà questo approccio non è praticabile nel caso del canale del Na voltaggio-dipendente che inattiva in depolarizzazione…. Perciò attenzione a come viene condotto l’esperimento nel caso del canale del Na voltaggio-dipendente, che inattiva in depolarizzazione….

La tecnica del patch clamp Era noto da lungo tempo che attraverso la membrana plasmatica è possibile un rapido scambio di ioni. Tuttavia, Neher e Sakmann a cavallo tra gli anni ’70 e ’80 furono i primi a mostrare l’esistenza di canali ionici specifici Erwin Neher & Bert Sakmann Premi Nobel per la medicina nel 1991 per lo sviluppo della tecnica del patch-clamp rendendo possibile la caratterizzazione di singoli canali ionici

La tecnica del PATCH CLAMP L "idea di base del PATCH CLAMP fu sviluppata da Neher e Sakmann tra il 1976 e il 1981. Il principio è riassunto nella figura seguente. Impiega un solo microelettrodo in intimo contatto con la membrana cellulare Lo stesso elettrodo è impiegato sia per variare il potenziale che per misurare direttamente la corrente della membrana. E’ possibile caratterizzare, a secondo della configurazione usata, sia i canali ionici sottostanti l’orifizio dell’elettrodo, che quelli presenti in una parte o in tutta la membrana

Il setup per il patch-clamp microelettrodo microscopio micromanipolatore computer preparato oscilloscopio gabbia di Faraday amplificatore

La configurazione di cell-attached

Registrazione di una corrente elettrica che fluisce attraverso un singolo canale ionico Amplificatore Elettrodo di registrazione: micropipetta di vetro  ~10-6 m Resistenza della saldatura: >1 GW Con un opportuno equipaggiamento elettronico e opportune condizioni sperimentali è possibile misurare questa corrente “microscopica” Quando un singolo canale si apre, gli ioni si muoveranno attraverso il canale come una corrente elettrica

Spazio extracellulare Pipetta di vetro Spazio extracellulare Spazio intracellulare Membrana cellulare Formazione del “Gigaseal” Rs = 109 – 1010 ohm Rs=resistenza del seal Rp=resist. della pipetta Rin=resist. d’ingresso Vp=potenziale della pipetta Correnti di membrana dovute ad un singolo canale aperto o chiuso. A – membrana elettricamente eccitabile B – Membrana chimicamente

Una registrazione da patch richiede una forte saldatura tra pipetta e membrana la qualità della misura dipende da quanto si riesce a minimizzare le perturbazioni della cellula. Nel caso di una registrazione di potenziale tale aspetto può essere rappresentato in questo modo. infatti: I=EK/(RK+RS) I=V/RS V/RS=EK/(RK+RS)  V=EKRS/(RK+RS) L’elettrodo sta misurando il potenziale di riposo di una cellula la cui membrana contiene solo canali del K aperti. All’aumentare della resistenza di seal Rs, la misura si avvicina sempre di più al valore di EK

Seals buoni e cattivi Nel caso di una registrazione da patch, le correnti attraverso la saldatura (seal) non distorcono il voltaggio o la corrente misurati, ma si sommano al rumore della corrente. In una registrazione da patch (cell-attached, inside- o outside-out), anche la corrente attraverso il seal fluisce lungo il circuito di misurazione, aumentando il rumore sulla corrente misurata. Ad es., se la corrente attraverso il seal è dieci volte più ampia di quella attraverso il canale, allora le fluttuazioni statistiche nel flusso di corrente prodotta dal seal sono √10 (316%) più ampie di quanto sarebbero in un seal “perfetto”.

La pipetta di vetro in questo caso ha una punta più grande di un elettrodo tradizionale, perchè non deve bucare la membrana plasmatica. Ha un diametro interno di 0.5-2 µm ed è più o meno arrotondata. E' inserita in un portaelettrodo a tenuta, a sua volta collegato con un tubicino ad una fonte di suzione. Viene avvicinata alla cellula, ed a questo punto viene applicata una leggera pressione negativa; se tutto va bene, cellula ed elettrodo aderiscono saldamente. Non si ottiene solo un'adesione stabile meccanicamente (se la cellula è isolata e non aderisce al fondo della vaschetta è possibile sollevarla e spostarla a piacere), ma anche un sigillo ad altissima resistenza elettrica (Rs) (da 1 a centinaia di Gohm - 109 ohm), cioè tale da presentare una elevata resistenza al passaggio di corrente fuori dalla zona di contatto fra elettrodo (riempito anche qui di soluzione conduttrice) e membrana. In queste condizioni, se nell'area di membrana sottesa all'elettrodo, dell'ordine di pochi µm2, ci sono dei canali ionici, la corrente che fluisce attraverso di essi quando sono nella conformazione "aperta" passerà attraverso l'elettrodo, senza disperdersi nello spazio esterno, e potrà essere rilevata da un sistema di amplificazione che abbia un rumore intrinseco sufficientemente basso (le correnti di singolo canale sono dell'ordine di 0.1-50 pA). Questa configurazione, chiamata CELL ATTACHED PATCH, è quella di base, da cui si parte per tutte le successive modificazioni e applicazioni della tecnica. Essa consente quindi di effettuare registrazioni di singolo canale ( figura seguente) in condizioni in cui la cellula è intatta, il suo mezzo intracellulare imperturbato, in condizioni quindi il più libere possibile da artefatti sperimentali. Si lavora in VOLTAGE CLAMP, in quanto il voltaggio della pipetta è mantenuto ad un valore costante e che può essere variato a piacere con il potenziale di comando; in condizioni opportune è possibile misurare l'ampiezza della corrente in funzione del voltaggio applicato e ricavare informazioni sulla conduttanza di singolo canale.

Inconvenienti della configurazione di cell-attached patch Il principale inconveniente è che il potenziale di membrana (Vm) della cellula è sconosciuto, perchè nessun contatto con l'ambiente interno è stato realizzato, per cui è ignoto il valore della ddp (Vc-Vm) presente ai capi del singolo canale di cui si misura la corrente. Per ricavarlo bisogna introdurre un elettrodo tradizionale (ma così si complicano di nuovo le cose), oppure distruggere il patch e passare alla configurazione WHOLE CELL (vedi sotto): a volte, più semplicemente, si prende un valor medio di Vm ottenuto con misurazioni separate, con tutti i limiti di una simile assunzione.

Sommando un gran numero di registrazioni di SCC sincronizzate, otterremo l’evoluzione temporale della corrente macroscopica

Differenti tipi di“Patch Micropipetta Apertura 0.5-1 mm Bassa resistenza Saldatura (50 MW) Differenti tipi di“Patch Corrente di leakage Membrana cellulare Whole-cell patch clamp: Simile alla tecnica di derivazione intracellulare. Una bassa resistenza di accesso produce registrazioni a basso rumore. Molti canali contribuiscono al segnale. Un certo tipo di canali viene isolato con protocolli di voltaggio e farmaci. Outside-out patch clamp: Usato per valutare la risposta di singoli canali al voltaggio e a sostanze extracellulari (neurotrasmettitori ecc.). Inside out patch clamp: Usato per valutare la risposta di singoli canali al voltaggio e a sostanze intracellulari (secondi messaggeri ecc.). Corrente di membrana Suzione Gigaseal (>1 GW) Una breve suzione rompe il patch di membrana Il ponte citoplasmatico collassa Trazione Trazione in un mezzo a basso Ca2+ Trazione Il ponte citoplasmatico collassa L’esposizione all’aria rompe la vescicola Resistenza dell’elettrodo 2-10 MW

Configurazione di WHOLE-CELL Finora ci siamo riferiti alla condizione chiamata “cell attached” (A). Questa è necessaria per la registrazione delle correnti di singolo canale, ma non è l’unica “configurazione” della tecnica del patch clamp. La condizione di ”whole cell” (B) è quella più usata. Essa permette di registrare le correnti ioniche che attraversano tutta la membrana, effettuando un “voltage clamp” con un solo elettrodo anzichè due elettrodi Naturalmente la soluzione che riempie l’elettrodo dev’essere tale da perturbare il meno possibile la composizione ionica intracellulare. Che caratteristiche dovrà avere in linea di massima ? Però le proteine intracellulari (protein-chinasi, calmoduline ecc.) vengono inevitabilmente dilavate.. Per aggirare questo problema, si può usare le tecnica del “perforated patch”, che consiste nel restare in ”cell-attached” aggiungendo nell’elettrodo delle molecole che formano canali ionici non selettivi, ad es. la Nistatina …

Configurazione di whole cell patch-clamp E' l'applicazione della tecnica del PATCH CLAMP utilizzata per ottenere i risultati di un VOLTAGE CLAMP tradizionale. Sempre partendo dalla configurazione CELL ATTACHED, con un 'ulteriore suzione si può rompere il patch di membrana, e stabilire così un accesso diretto fra microelettrodo e citoplasma (vedi figura), senza, se tutto va bene, peggiorare la qualità del sigillo. perfusione elettrodo Ba

L'accesso è migliore di quello che si può realizzare perforando la membrana plasmatica con un microelettrodo tradizionale, in quanto la resistenza della pipetta è minore, e la dispersione di corrente verso il mezzo esterno è minore, grazie al sigillo ad alta resistenza. Sempre a causa della bassa (massimo qualche Mohm) resistenza della pipetta (dovuta al suo diametro relativamente grande), il potenziale a cui è mantenuto l'elettrodo dal sistema elettronico di amplificazione e controllo può essere considerato in prima approssimazione lo stesso della cellula, e le correnti che fluiscono attraverso tutta la membrana cellulare possono essere registrate dall' elettrodo. Si possono così effettuare registrazioni di correnti totali in condizioni di VOLTAGE CLAMP utilizzando un solo elettrodo. Tutto questo è in realtà vero se forma e dimensioni della cellula sono adeguate; se no, il sistema non permette un mantenimento della costanza del potenziale in tutta l'estensione della cellula, cioè un vero VOLTAGE CLAMP. Un importante aspetto di questa configurazione è che, dato il grande diametro della via di accesso fra elettrodo e cellula, e dato che il volume dell'elettrodo è infinitamente più grande di quello della cellula, ci sarà un mescolamento fra i contenuti dei due scomparti, ed in sostanza l'ambiente citosolico si porterà in equilibrio con i soluti contenuti nell'elettrodo. Questo può essere importante in alcuni casi, in cui si vogliano effettuare registrazioni con un ambiente controllato sulle due facce della membrana, ma comporta l'inconveniente che componenti citosolici importanti per la risposta che si vuole studiare (enzimi, messaggeri interni) possono essere lavati via, diluiti. D'altra parte, se la cellula è di grosse dimensioni e/o di forma molto lontana da quella sferica, può essere molto difficile non solo ottenere un buon VOLTAGE CLAMP, ma anche una buona perfusione intracellulare.

LE ALTRE CONFIGURAZIONI DEL PATCH-CLAMP Dalla configurazione di cell-attached, con alcune manovre sperimentali, se ne possono ottenere delle altre, oltre a quella del whole-cell patch: - L'INSIDE OUT PATCH Se si ritrae l'elettrodo, è possibile, se il sigillo è molto buono, che il patch si stacchi insieme all'elettrodo. Si ha così (figura pagina seguente) un frammento di membrana, con uno o più canali ionici, sotteso all'orifizio dell' elettrodo, con la faccia citoplasmatica rivolta verso la soluzione presente nella vaschetta; questa soluzione può essere rapidamente e ripetutamente cambiata, e si può così studiare, ad esempio, il ruolo di messaggeri intracellulari nella regolazione delle proprietà dei canali ionici. Lo svantaggio è che, separando il canale dall'ambiente citoplasmatico, può andare perso un qualche fattore indispensabile per l'apertura del canale stesso, e difficilmente identificabile. - L'OUTSIDE OUT PATCH Quest'ultima configurazione può essere ottenuta ritraendo l'elettrodo dalla cellula dopo che si è realizzata la configurazione WHOLE CELL. Si forma un ponte citoplasmatico che può, spezzandosi, lasciare attaccato all'elettrodo un frammento di membrana plasmatica con la faccia esterna rivolta verso il contenuto della vaschetta, e quella citoplasmatica verso l'interno dell'elettrodo. Si possono così effettuare registrazioni di singolo canale, con l'opportunità in questo caso di cambiare facilmente la composizione del mezzo presente sulla faccia esterna della membrana, e studiare gli effetti di sostanze (agonisti, bloccanti) che possono influenzare le proprietà dei canali presenti in quel patch.

Configurazione di OUTSIDE-OUT Dalla configurazione “whole cell” si può facilmente passare alla configurazione di “outside out”, nella quale il patch presenta all’esterno dell’elettrodo il versante extracellulare della membrana.

Configurazione di OUTSIDE-OUT L’outside-out è molto utile per studiare le correnti di singolo canale date dai recettori-canale, come ad esempio il recettore nicotinico per l’acetilcolina …

Configurazione di INSIDE-OUT La quarta config. è l’ “inside out” (B), nella quale il patch presenta all’esterno dell’elettrodo il versante intracellulare della membrana. La sua principale applicazione è nello studio dei canali chemio-dipendenti attivati per via indiretta dal versante intracellulare, facendo arrivare sul patch ad es. proteine-G, o secondi messaggeri, o protein-chinasi, ecc. . Più avanti vedremo come questa configurazione sia stata fondamentale nello studio dei canali “GIRK”

Alcune considerazioni generali sul patch clamp In tutti i quattro casi descritti sopra si parte, comunque, dalla formazione di un sigillo fra pipetta e membrana. Perchè questo possa avvenire è necessario che sia l'elettrodo che il mezzo in cui è tenuto il preparato siano il più puliti possibile, ma anche, che la membrana plasmatica della cellula da cui si vuole registrare non presenti detriti o sostanze che possano ostacolare il contatto col vetro della micropipetta. Per ridurre questi problemi è consigliato filtrare il mezzo dell'elettrodo subito prima del riempimento e di avvicinarsi alla cellula applicando una lieve pressione positiva che allontana eventuali frammenti dalla punta dell'elettrodo. Si può più facilmente realizzare una situazione di cellule pulite effettuando un leggero trattamento enzimatico, o utilizzando cellule isolate, dissociate enzimaticamente o in coltura. Ed è proprio lo sviluppo, soprattutto a partire dagli anni '70, delle tecniche di preparazione di colture cellulari che ha consentito la grande e rapida diffusione del PATCH CLAMP. Un successivo sviluppo, che ha avuto un impatto notevole in neurobiologia, è legato alla possibilità di lavorare su fettine di SN: è stato così possibile effettuare registrazioni da cellule che conservano, almeno in parte, le loro normali relazioni funzionali. Nonostante la tecnica sia stata sviluppata all'inizio soprattutto per poter registrare gli eventi di singolo canale, la configurazione più utilizzata è sicuramente quella di WHOLE CELL. Questo sviluppo, in parte imprevisto, è attribuibile a vari fattori.

Innanzitutto, le misure di singolo canale, molto importanti per determinare in maniera diretta le proprietà molecolari dei canali (cinetiche, meccanismi di blocco, ecc.) hanno senso compiuto solo se vengono utilizzate su preparati di cui siano note le proprietà elettrofisiologiche macroscopiche. Nel caso di molti tipi cellulari le cui proprietà sono state studiate solo nell'ultimo decennio, questo ha voluto dire fare prima (o comunque anche) gli esperimenti di WHOLE CELL. Grazie a questa tecnica è stato possibile studiare le proprietà elettrofisiologiche di piccoli neuroni, cellule ghiandolari, cellule muscolari lisce e cardiociti, fibroblasti, cellule epiteliali e linfociti, tutte cellule che era molto difficile studiare con le tecniche di VOLTAGE CLAMP tradizionali. Grazie a questi dieci e più anni di nuova elettrofisiologia, oltre che alle nuove tecniche di biologia cellulare e molecolare, è scaturito un panorama molto più vario e complesso della natura e del ruolo degli eventi elettrici a livello cellulare. Se la nuova tecnica ha consentito di allargare la nostra visione al di là dei preparati "classici", nervo e muscolo, ha avuto anche un impatto profondo sulla neurofisiologia: la possibilità di registrare dalle arborizzazioni dendritiche e dai terminali pre- e postsinaptici ha fatto sì che la concezione della cellula nervosa come semplice relè cedesse il posto ad una visione più complessa ed articolata, e che si potessero gettare le basi, a livello cellulare, della comprensione di fenomeni fondamentali come la memoria.

Ulteriori sviluppi ed applicazioni. In questi anni ci sono stati importanti sviluppi tecnici in varie direzioni (a parte l'uso delle fettine di SN cui abbiamo già accennato), per allargare le potenzialità della tecnica e cercare di superare alcuni suoi inconvenienti. Uno dei problemi principali legati all'uso del WHOLE CELL PATCH CLAMP, è come abbiamo visto, legato alla perfusione interna della cellula da parte del contenuto dell' elettrodo: questo problema è stato affrontato in due modi radicalmente diversi. Il primo approccio consiste nello sfruttare compiutamente questo fatto, realizzando un sistema che consenta di cambiare rapidamente la soluzione contenuta nell'elettrodo: se la cellula non è troppo grande si può pensare che in tempi relativamente rapidi (decine di secondi) le variazioni si ripercuotano sulla composizione dell 'ambiente intracellulare. E' una tecnica abbastanza difficile da usare come routine, ma è stata impiegata da vari laboratori per studiare gli effetti di messaggeri intracellulari sulla regolazione delle correnti ioniche. Una recente variazione sul tema consiste nell'uso dei cosiddetti caged compounds, molecole o ioni legati ad un inibitore da cui possono .essere liberate per fotolisi con un flash di luce UV. Si mette il composto caged nell'elettrodo, si realizza la condizione di WHOLE CELL, si inizia la registrazione, e poi si libera per fotolisi la sostanza (calcio, IP3' ecc.), la cui concentrazione aumenta così istantaneamente, consentendo di osservare eventuali effetti rapidi sulle correnti.

Il secondo approccio punta ad evitare gli inconvenienti della diluizione dei componenti citosolici solubili: questa modificazione della tecnica di base va sotto il nome di "perforated patch" o di "slow whole celI". Si tratta in sostanza di realizzare un CELL ATTACHED PATCH con un elettrodo riempito con una soluzione che contiene sostanze permeabilizzanti (ATP in alcuni casi, o più comunemente, nistatina o anfotericina, tutte molecole che formano pori ionici nelle membrane): le piccole molecole e gli elettroliti possono essere scambiati, mentre le macromolecole citosoliche non possono uscire dalla cellula. Si possono così effettuare registrazioni di eventi elettrici, anche in condizioni di VOLTAGE CLAMP, senza che la biochimica della cellula sia perturbata. Un altro tipo di misure che si può realizzare in condizioni di WHOLE CELL CLAMP è quello della capacità della membrana (con opportuni amplificatori): è stato così possibile, ad esempio, studiare in maniera quantitativa l'accoppiamento eccitamento- esocitosi in diversi preparati. Sono state infine effettuate registrazioni da strutture subcellulari isolate, come i mitocondri, la membrana nucleare, il reticolo endoplasmatico: da frazioni cellulari (il "whole terminal" patch su terminali presinaptici; il "perforated vescicle patch", che consiste nello staccare dalla cellula e trattenere nella pipetta, non un patch di membrana isolato, ma una vescicola contenente anche organelli subcellulari).

AMPLIFICATORI OPERAZIONALI L’amplificatore operazionale ideale (A.O.) è essenzialmente, un amplificatore di tensione, avente le seguenti caratteristiche:         guadagno infinito;         ingresso differenziale;         impedenza di ingresso infinita e impedenza di uscita nulla. V 1 : tensione sull’ingresso invertente 2 non invertente + cc e - :tensioni di alimentazione : tensione di uscita –

L’AO può essere definito funzionalmente come un amplificatore differenziale, cioè un dispositivo attivo a tre terminali che genera al terminale di uscita una tensione proporzionale alla differenza delle tensioni fornite ai due terminali di ingresso. + – V 1 2 cc - A = Il segnale di uscita V0 è il risultato della somma tra il segnale applicato all’ingresso invertente, V1, invertito di segno e amplificato di un fattore A-, con il segnale all’ingresso non invertente, V2 , a sua volta amplificato di fattore A+.

Compensazione dei potenziali di giunzione Un notevole contributo ai potenziali misurati presenti all’uscita dell’amplificatore è dato dalla somma dei vari potenziali di giunzione o di diffusione. Questi sono generati ogniqualvolta metalli (elettrodi) sono in contatto con soluzioni ioniche oppure soluzioni con diverse concentrazioni sono in contatto fra loro (punta del microelettrodo. Si può eliminare la somma di tutti questi potenziali introducendo, per mezzo del comando offset dell’amplificatore, un potenziale di segno opposto quando il microelettrodo si trova nel bagno esterno, prima di penetrare la cellula.